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一、动物实验造模的重要性
（一）降低人体实验风险
临床前大动物试验是评估医疗器械安全性和有效性的重要手段。动物可以作为人类的替难者，在人为设计的实验条件下反复观察和研究，避免在人身上进行实验带来的风险。例如，人体和动物体内的环境存在差异，医疗器械在人体内可能表现出不同的效果和安全性。通过大动物试验，可以发现和解决医疗器械在人体中可能出现的问题，如不良反应、并发症等，从而降低人体试验的风险，提高医疗器械的安全性和有效性。
（二）复制罕见疾病
临床上平时不易见到的疾病可用动物随时复制出来，为研究提供便利。临床上很难收集到放射性、毒气中毒、烈性传染病等病人，而实验室可以根据研究目的要求随时采用实验性诱发的方法在动物身上复制出来。比如通过给予二乙基苯并蒽（DMBA）可以诱导啮齿类动物乳腺肿瘤，用于研究环境因素与疾病的关系。
（三）克服人类疾病特点
可以克服人类某些疾病潜伏期长、病程长和发病率低的缺点，便于深入研究。一般遗传性、免疫性、代谢性和内分泌等疾病在临床上发病率很低，例如急性白血病的发病率较低，研究人员可以有意识地提高其在动物种群中的发生频率，从而推进研究。同样的途径已成功地应用于其他疾病的研究，如血友病、周期白细胞减少症和自身免疫介导性疾病等。临床上某些疾病潜伏期很长，很难进行研究，如肿瘤、慢性气管炎、肺心病、高血压等疾病，这些疾病发生发展很缓慢，有的可能要几年、十几年、甚至几十年。有些致病因素需要隔代或者几代才能显示出来，人类的寿命期相对来说是很长的，但一个科学家很难有幸进行三代以上的观察，而许多动物由于生命的周期很短，在实验室观察几十代是容易的。
（四）严格控制实验条件
能选择标准实验动物，严格控制实验条件，增强实验材料的可比性。一般说来，临床上很多疾病是十分复杂的，各种因素均起作用，采用动物来复制疾病模型，可以选择相同品种、品系、性别、年龄、体重、活动性、健康状态、甚至遗传和微生物等方面严加控制的各种等级的标准实验动物，用单一的病因作用复制成各种疾病。温度、湿度、光照、噪音、饲料等实验条件也可以严格控制。另外，动物模型不仅在群体的数量上容易得到满足，而且可以通过投服一定剂量的药物或移植一定数量的肿瘤等方式，限定可变性，取得条件一致的模型材料。
（五）简化操作与收集样品
便于研究者按实验目的随时采取各种样品，简化实验操作和样品收集。动物模型作为人类疾病的 “缩影”，便于研究者按实验目的需要随时采取各种样品，甚至及时处死动物收集样本，这在临床是难以办到的。实验动物向小型化的发展趋势更有利于实验者的日常管理和实验操作。
（六）全面认识疾病本质
有助于更全面地认识疾病的本质，揭示疾病的病理变化。临床研究未免带有一定的局限性。已知很多病除人以外也能引起多种动物感染，其表现可能各有特点。通过对人畜共患病的比较研究，可以充分认识同一病原体（或病因）对不同机体带来的各种损害。因此从某种意义上说，可以使研究工作升毕到立体的水平来揭示某种疾病的本质，从而更有利于解释在人体上所发生的一切病理变化。动物疾病模型的另一个富有成效的用途，在于能够细致地观察环境或遗传因素对疾病发生发展的影响，这在临床上是办不到的，对于全面地认识疾病本质有重要意义。
二、动物实验造模的实施方法
（一）动物实验基本方法指南
动物实验给药剂量计算方法和常用给药方式，如皮下注射、皮内注射、肌肉注射等。
动物之间给药剂量的计算可参照公式：A 药量 (mg/kg)*A Km 因子 = B 药量 (mg/kg)*B Km 因子，其中人和常见动物体重、体表面积、Km 因子不同，可参考相关文献。例如，小鼠的给药剂量是大鼠的两倍，猴子或家兔的四倍。
常见给药途径及方法：在动物实验中，为了观察和研究药物对机体的功能和形态的影响，需要将药物通过一定方式注入动物体内。给药途径常根据动物种类、实验目的、药物的性质和剂型决定。常见给药途径有静脉注射、腹腔注射、灌胃给药等。
小鼠常用的注射给药方法：
皮下注射：将药液注入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。常用部位是鼠两耳提起后可出现一皮肤凹陷处。操作时，抓取固定小鼠，剃去注射部位毛发并用酒精消毒，用左手拇指与食指捏起小鼠背部皮肤，右手手持注射器，针头斜面朝上与皮肤呈 30 - 45° 角刺入帐篷状皮肤，刺入后针头轻轻左右摆动，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。注射完拔出针头后用无菌棉签压住进针部位片刻以免药物外漏。注射剂量：大鼠一般小于 1ml/100g，小鼠一般为 0.1～0.3ml/10g。总药量：小鼠不超过 0.5ml，大鼠不超过 1ml。
皮内注射：将药液注入皮肤的表皮和真皮之间，用于观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应，接种、过敏实验等。皮内注射一般选用背部脊柱两侧的皮肤。操作时，固定小鼠后，将注射部位毛发剃去，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间进行针头穿刺，针头斜面朝上与皮肤呈大约 30° 角刺入，同时针头稍微上挑起并稍刺入，将药液注入皮内。注射后皮肤出现小丘疹状隆起并且比周围的皮肤白，且皮肤上的毛孔极为明显。注射剂量：大鼠一般小于 0.1ml / 次，小鼠一般小于 0.05ml / 次。
肌肉注射：一般用于有特定给药方式要求的药物，或不溶、难溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时可选择肌肉注射。大小鼠后肢处肌肉较少，故一般不进行肌肉注射。肌肉注射一般在动物麻醉后进行，或者由两个人操作，一人固定动物，另一人执行注射。一般注射部位为大腿内侧或外侧肌肉。酒精消毒注射部位后，左手抓住后肢，右手持针插入肌肉，试着回抽针筒，如有血液或液体回流，表示不适当，需重新插入。确定针头插入肌肉后，慢慢将药剂推入，推入的速度应避免太快，以免组织损伤。注射剂量：大鼠单次注射量一般不要超过 0.3ml。小鼠单次注射量一般不要超过 0.1ml。
尾静脉注射：一种用注射器将少量或单一种类药品注射到静脉，使药物直接进入血液循环的一种方式。静脉注射是效率最高的给药方式，不存在首过代谢，生物利用率最高。大小鼠的尾静脉共有 3 条，其中尾部左右两侧各有一条，背侧有一条。因为左右两侧静脉角质层较薄且易固定，所以常为注射所用。操作时将小鼠用专门的保定器保定，使其尾部充分暴露，尾部用 45 - 50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化，用左手拇指、食指和无名指捏住并从下面托起尾巴，用无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器使针头与静脉平行（小于 30°），距鼠尾尖 1/4 处（约距尾尖 2 - 3 厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，无白色皮丘出现，表示针头已进入静脉，可正式注入药物。若推药无阻力且血管整条会立即由红变白，推完药则血管又恢复红色，用干棉球按压止血则尾静脉注射完成。如需反复注射，应从尾部末端开始，逐渐向尾根方向移动。注射剂量：小鼠单次注射量一般为 0.1~0.2ml/10g。大鼠单次注射量一般为 0.3~0.5ml/100g。
动物实验药品剂型的配置，优先选择纯粉，可使用无毒性溶剂配制。
（二）动物麻醉剂
介绍水合氯醛、乌拉坦、乙酰丙嗪等多种动物麻醉剂的特点和使用方法。
吸入式麻醉：起效快，恢复也快，且麻醉的深度和维持时间易控制。如异氟烷为无色的澄明液体，易挥发，具有轻微气味；诱导和复苏均较快，加上不会影响动物的生理指标，在动物实验中的应用日趋广泛。一般使用时会配专用的吸入麻醉机，混合纯氧进行麻醉，通过氧气气流使异氟烷挥发，诱导麻醉一般使用 2~3% 的浓度，维持使用 1.5~2%。
注射式麻醉：一种既简单方便，又能使动物很快进入麻醉期，而无明显兴奋期的方法。水合氯醛、戊巴比妥钠、阿佛丁和氯胺酮是目前大小鼠实验中最常用的注射类麻醉剂。
水合氯醛：有效的镇静催眠药，但本品麻醉剂量与中毒量很接近，所以安全范围小，使用时要注意；另外对皮肤和黏膜有较强的刺激作用。一般配置浓度为 4%~10%（质量体积比，4 - 10g 溶于 100ml 灭菌水），大小鼠用药量为：300~500mg/kg。
戊巴比妥钠：临床上常用，随用量而产生镇静、催眠和抗惊厥效应，大剂量时则产生麻醉作用，常作为有效的镇静和麻醉剂。但它没有镇痛作用只有镇静作用，因此手术前配合镇痛剂使用效果会更好。一般配置浓度为 1%~3%，大小鼠用药量为：40~70mg/kg。
阿佛丁：学名三溴乙醇，曾被推荐作为转基因鼠传代有关的外科手术 (如胚胎移植和输精管切除术) 的麻醉剂；但配制较繁琐，保质期较短，保存时要防菌。一般配置浓度为 1.2%-2.5%（100% 浓储液是 10g 阿佛丁与 10mL 叔戊醇混合，使用时加灭菌蒸馏水稀释至 1.2%-2.5%，4℃冷藏可保存 2 周；大小鼠用药量为：125~400mg/kg。
氯胺酮：一种镇痛麻醉剂，注射后很快产生麻醉作用，使动物进入浅睡眠状态，麻醉的安全性相对较高；适用于各种表浅、短小手术麻醉及全身复合麻醉。大小鼠用药量为：100~150mg/kg。
局部麻醉：局麻是指在手术的局部麻醉或者缓解局部疼痛和瘙痒时使用，优点是动物在麻醉期间能保持清醒，对重要脏器功能干扰轻微，麻醉并发症少，是一种较安全的麻醉方法。目前常用的局部麻醉剂有普鲁卡因、利多卡因和丁卡因。操作时，动物固定好后，首先在局部皮肤用皮头针先作皮内注射，形成橘皮样丘疹，然后换成局部麻醉长针头，由皮点进针，放射到皮点周围继续注射，直到要求麻醉区域的皮肤都浸润为止；可以根据实验操作要求的深度按照皮下、筋膜、肌肉、腹膜或骨膜的顺序，依次注射麻药，以达到麻醉神经末梢的目的。
（三）动物模型类型
心血管疾病动物模型，包括动脉粥样硬化、高脂肪血、高血压等。
消化系统疾病模型，如慢性萎缩性胃炎、胃溃疡等。
糖尿病动物模型，分为 1 型和 2 型糖尿病。
（四）动物造模手术过程
以小鼠为例，介绍动物造模中小鼠的手术过程及注意事项。
实验步骤：
在进行动物造模的实验之前，首先要将进行试验的小鼠禁食，最好是禁食 12 个小时左右，然后使用注射溶液进行麻醉，其中溶液的配合比是百分之十的水合氯醛溶液按照 0.004 毫升每克的数量输入到小鼠的体内，并且进行腹腔的麻醉，在进行麻醉之前就将编织线还有结扎以及阻断动脉的线准备好，并且在生理盐水中进行浸润。
等到一定的时间以后，在检查看看小鼠的状态，如果小鼠不能够自由翻身的话，那么就说明已经达到了麻醉的要求，这个时候将小鼠绑在解剖台上面，并且在脖子以下的地方使用棉签进行垫高，并且实用碘来进行消毒，随后准备备皮。
使用工具在小鼠的脖子的正中间的位置将皮肤剪开，然后使用眼科专用的弯镊子和眼科的直镊子进行分别和皮下组织以及脂肪的分离，然后将浅机模和颈阔肌分割以后，颈深肌就会暴露出来，同时暴露出来的还有气管前肌。
在持续分离的过程中，将气管前肌分离以后，从小数的额右侧锁乳突肌前面的位置将颈深肌膜死开以后，然后将颈动脉鞘暴露出来，这个时候要将小鼠的气管部分进行压迫，并且将颈动脉鞘花开，进行穿线并且打上活结这样能够阻断小鼠的血液的流通，但是要注意的是不能够伤害动脉神经鞘的颈内静脉和迷走神经，如果不小心伤害到的话，很有可能会引起来小鼠的呼吸骤停。
这个时候沿着颈总动脉向上分离，并且在甲状软骨的上面的部分将颈外动脉分离出来，并且还要在靠近器官的地方进行操作。
在颈外动脉起始前的地方进行第二分舌动脉的手术，还要使用枕动脉和颌外动脉的位置进行双重结扎，在结扎以后从中间的地方剪断小鼠的颈外动脉，并且在近心端的位置进行结扎而且留长。
当手术过程中拴线插入到有 9 - 10 毫米的时候，会遇见一些轻微的阻力，这个时候就表示拴线已经完全插入到了大脑前动脉和大脑中动脉的位置的分叉处，这样也是阻塞了大脑中的主干部分的部分，到了这里的时候就不要在继续了，而且过度的插入也会能够让拴线刺破 ACA 并且还有诱发蛛网膜的下腔出血，而且如果出现了这样的情况的话，那么造模就会失败了，如果在插入到了 6 毫米的时候就已经感觉到了有明显的阻力的话，那么说明拴线太粗无法进入头颅，动物造模失败。
三、不同动物造模方法及应用
（一）脑出血动物造模
胶原酶注射脑出血模型，介绍其优缺点和应用。
优点：方法简单、快捷、成功率较高，出血稳定性好，并可多次重复；能较好地模拟人体脑血管自发出血的生理生化过程以及出血后血肿持续扩大的病理变化过程。
缺点：胶原酶并不能造成血管的物理性破裂，实际上是造成了小血管的广泛慢性渗血，形成的血液渗出灶并不是真正意义上的局限的血肿，急性占位效应不明显，与人类脑出血的病理过程仍有区别；胶原酶本身可造成脑组织严重的炎症反应，并且对血管有广泛的破坏作用，对脑出血后单纯由血肿形成的炎症反应研究产生干扰；胶原酶对脑组织有细胞毒性作用，可严重损伤神经功能及血脑屏障，不能完全模拟人类单纯脑出血后二次损伤的病理生理状态，不能用来研究脑出血后血肿周围组织血液循环障碍，有一定的局限性。
应用：适用于评估脑出血后各类指标的长期观察。
自体血注入脑出血模型，包括单步注射法和两步注射法的优缺点及操作方法。
单步注射法：
优点：操作简单，应用立体定向仪后动物死亡率明显降低，血肿位置更加精确，除有不可避免的穿刺针道损伤外无其他异体物质和杂质，病理过程更接近人的自发性脑出血。
缺点：模型不能呈现良好的可重复性，且造成的血肿体积不稳定，成功率较低，同时有出现脑室及硬膜下间隙之间破裂出血和注射的血液返流等情况。
两步注射法：
优点：除了一步注射法的优点外，还能有效地减少针道反流的血量，较好地控制了血肿的大小、形态及部位。并且可以观察血液凝固过程中局部脑组织的病理生理变化，此方法与人脑出血后演进过程基本相似，可用于研究脑水肿机制及临床药物作用机制。
缺点：注入脑内的血肿并非血管破裂造成的。血液注射过程中不可避免地有反溢现象和血液凝固堵塞针道的问题，血肿形态和大小重复性差。
操作方法：自体血常取材于实验动物的内眦、股动脉、心脏等处。内眦取血血液标本不易被污染，但取血为静脉血，与脑动脉出血的血液成分不符。动脉穿刺法血液成分与脑出血成分较一致，但股动脉穿刺法操作较复杂，成功率低。心脏穿刺法同样可以得到纯净的动脉血，操作较简便，损伤较小，但对操作人员技术要求较高，需熟练的操作技巧，反复穿刺动物又容易导致动物失血、感染死亡。
自发性脑出血法，虽与人类脑卒中病理相似度高，但培养成本高、应用受限。
优点：此模型将高血压与脑卒中结合，相似度极高地模拟人脑卒中病理。
缺点：这类动物只代表脑出血的一小部分原因 — 高血压，且动物培养成本高昂，繁育时间较长，动物体弱饲养困难，繁育的后代模型容易出现断种、变种、基因突变的情况，应用受到一定限制。
（二）常见疾病动物模型造模方法
心力衰竭动物模型，使用异丙肾上腺素诱导，介绍小鼠和大鼠模型的造模方法。
小鼠模型：8 周龄 C57BL/6 小鼠，体质量 20 - 23g，通过腹膜内植入的渗透泵使用异丙肾上腺素 30μg/g/d，连续 7 - 21 天，建立不同程度小鼠心力衰竭模型。
大鼠模型：Wistar 大鼠，通过间隔 150 小时连续两次皮下注射异丙肾上腺素（24mg/kg），诱导左心室重塑和心力衰竭，建立大鼠心力衰竭模型。
肺纤维化动物模型，用博来霉素诱导，分别介绍小鼠和大鼠模型的造模方法。
小鼠模型：8 周龄雌性 C57BL/6 小鼠，体质量 20 - 25g，小鼠气管内注射溶于 50μL 生理盐水，浓度为 5mg/kg 的博来霉素，连续 7 天，建立小鼠肺纤维化模型。
大鼠模型：雄性 Wistar 大鼠，大鼠气管内注射溶于 300μL 生理盐水，浓度为 2.2mg/kg 的博来霉素，连续 21 天，建立大鼠肺纤维化模型。
慢性肾脏病动物模型，通过腺嘌呤诱导，介绍小鼠和大鼠模型的造模方法。
小鼠模型：7 周龄 C57BL/6 小鼠，通过将 2.0% 腺嘌呤饮食给小鼠喂食至少 6 周后再喂食 1 周，然后改为正常饮食，建立小鼠慢性肾脏病模型。
大鼠模型：8 周龄雄性 SD 大鼠，将腺嘌呤悬浮于 0.5% 甲基纤维素 400 中，通过胃管口服 (50mg/kg/d)，连续 7 天，建立大鼠慢性肾脏病模型。
糖尿病动物模型，用链脲佐菌素诱导，介绍小鼠和大鼠模型的造模方法。
小鼠模型：ICR 小鼠，腹腔注射 70mg/kg 含量为 1% 的 STZ 溶液，注射 4 天，血糖高于 11.1mmol/L 认为造模成功，若未达到该要求，可增加一次按照 100mg/kg 体重腹腔注射 1% STZ 溶液。
大鼠模型：8 - 10 周龄雄性 SD 大鼠，静脉注射 65mg/kgSTZ 缓冲液，注射 7 天，建立大鼠糖尿病模型。
炎症性肠病动物模型，用葡聚糖硫酸钠诱导，介绍小鼠模型的造模方法。
小鼠造模：6 - 8 周龄雌性 BALB/c 小鼠，体质量 25g 左右，无菌水配置 3% DSS 溶液，连续饮用 7 天，建立急性结肠炎模型。
