一、动物实验注射方法 

（一）皮下注射

简述：动物实验中皮下注射是将药液注入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的方法。一般犬、猫多在大腿外侧进行皮下注射，豚鼠在后大腿内侧或小腹部，兔在背部或耳根部注射。操作时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有 5 号针头的注射器刺入皮下。如进行小鼠皮下注射，可先抓取固定小鼠，剃去注射部位毛发并用酒精消毒，用左手拇指与食指捏起小鼠背部皮肤，右手手持注射器，针头斜面朝上与皮肤呈 30 - 45° 角刺入帐篷状皮肤，刺入后针头轻轻左右摆动（易摆动说明已刺入皮下），再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下（推药过程中能明显观察到注射部位鼓起一小包，小包一定时间可消失）。注射完拔出针头后用无菌棉签压住进针部位片刻以免药物外漏。注射剂量方面，大鼠一般小于 1ml/100g，小鼠一般为 0.1～0.3ml/10g，总药量小鼠不超过 0.5ml，大鼠不超过 1ml。同时，若动物要接受多次皮下注射，可交替注射部位。

（二）皮内注射

简述：皮内注射用于观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应、接种、过敏实验等，吸收较慢。一般选用背部脊柱两侧的皮肤。操作时先将注射部位毛发剃去，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间进行针头穿刺，针头斜面朝上与皮肤呈大约 30° 角刺入，同时针头稍微上挑起并稍刺入，将药液注入皮内。注射后皮肤出现小丘疹状隆起并且比周围的皮肤白，且皮肤上的毛孔极为明显。如果注射时感觉比较费力，说明注射正确；如果感觉比较容易，说明已注入皮下，要拔出针头重新注射。大鼠皮内注射一般小于 0.1ml / 次，小鼠一般小于 0.05ml / 次。注意不要回抽注射器。

（三）腹腔注射

简述：用大、小鼠做腹腔注射实验时，先以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1cm，再以 45 度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液。为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开 1cm 处。具体操作步骤为：抓取小鼠，使其腹部朝上头部略向下垂，抓紧背部皮肤使使腹部皮肤紧绷，于两大腿根连线与腹中线交叉点一侧约 1 厘米位置刺入皮下，在皮下平行腹中线推进针头 3 - 5mm，再以 45° 角向腹腔内刺入，针尖通过腹肌后，抵抗力消失，回抽无回流物，缓慢推入药物。注射完病毒后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。每次注射药物量宜 1ml/100g 以内，最大不超过 2ml/100g。注射器械常用 6 号以内针头，1 - 5ml 注射器。

（四）尾静脉注射

简述：尾静脉注射是一种将药液直接注射入静脉，使药物直接进入血液循环的方式，效率高，生物利用率最高。大小鼠的尾静脉共有 3 条，其中尾部左右两侧各有一条，背侧有一条。常选用尾部左右两侧静脉，因其角质层较薄且易固定。操作时将小鼠用专门的保定器保定，使其尾部充分暴露，尾部用 45 - 50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化，用左手拇指、食指和无名指捏住并从下面托起尾巴，用无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器使针头与静脉平行（小于 30°），距鼠尾尖 1/4 处（约距尾尖 2 - 3 厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，无白色皮丘出现，表示针头已进入静脉，可正式注入药物。若推药无阻力且血管整条会立即由红变白，推完药则血管又恢复红色，用干棉球按压止血则尾静脉注射完成。如需反复注射，应从尾部末端开始，逐渐向尾根方向移动。小鼠单次注射量一般为 0.1~0.2ml/10g。大鼠单次注射量一般为 0.3~0.5ml/100g。

（五）颞 / 面静脉注射

简述：颞 / 面静脉注射先将幼崽放在湿冰上 30 - 60 秒麻醉动物，注意不要麻醉太久以免引起低温相关并发症，如需更深麻醉可使用 1 - 2％的异氟烷。当动物完全麻醉时，在显微镜下移动它，对于右手注射，将对着动物的枪口朝向右侧，左手食指放在枪口上，左手中指放在耳塞尾部，使耳塞位于食指和中指之间。检查耳朵前方的毛细血管，找到其下方的暗阴影静脉即颞 / 面静脉。进针时针斜面向上，若正确插入，可以通过皮肤观察针斜角填充血液。然后慢慢压下柱塞，注意静脉沿着脸部侧面漂白。让针头在静脉内保持 10 - 15 秒，以防止注射剂回流。

（六）视网膜下注射

简述：视网膜下注射先通过腹腔注射安乐死和唑拉西泮（1：1，2.25mg/kg 体重）和盐酸甲苯噻嗪（0.7mg/kg 体重）或替代品的混合物麻醉成年小鼠（6 - 8 周龄）。用 0.5％的去氧肾上腺素和 0.5％的托吡卡胺滴眼液扩张瞳孔，准备已经加有 1.5 - 2μl 病毒微量注射器。为方便注射，打开眼睑，使眼睛露出赤道，并在手术显微镜下观察，将手指放在眼眶边缘外牢牢握住眼球。在角膜表面涂抹一滴眼用粘弹性溶液，在角膜顶部放置一个小圆形盖玻片以显示视网膜。使用 30G1/2 无菌针头在角膜缘后面的一个小孔处穿孔进行进一步的视网膜下注射，将微量注射器的 33G 钝针穿过预穿孔并进入视网膜下腔，直到感觉到轻度阻力的点为止。将病毒载体轻轻注入视网膜下空间而不发生震颤，避免不必要的组织损伤，然后轻轻取出针头。在手术显微镜下注射后观察视网膜下水泡的形成，以确保视网膜没有出血。轻轻关闭眼睑以覆盖注射部位，最后将小鼠放回笼中。

（七）脑立体定位注射

简述：脑立体定位注射实验前需准备脑立体定位仪，常规手术器械，颅骨钻，微量注射器，干棉球，1% 的戊巴比妥钠，生理盐水，1ml 注射器，小鼠等。具体操作步骤为：先对小鼠称重后腹腔注射 1% 的戊巴比妥（剂量为 80mg/100g 体重）使其麻醉，待小鼠完全麻醉后，用剃毛器将小鼠头部毛发剃除干净。将麻醉剃毛后的小鼠置于脑立体定位仪上，先将小鼠门齿卡在适配器门齿夹上，调整适配器高度和前后位置，使耳杆可以方便进入外耳道。左手托起小鼠头部，将左侧耳杆插入小鼠耳道并固定，接着将右侧耳杆也插入小鼠耳道，调节左右两侧耳杆使动物头部保持在 U 型开口的中心位置，先锁紧固定一侧耳杆，后旋紧另一侧耳杆，使动物头部不能晃动，同时旋紧门齿夹螺丝。固定效果检查要确保鼻对正中，头部不动，提尾不掉，目测头顶位置水平。依次用碘伏和 75% 酒精对头顶皮肤进行消毒，剪开头部皮肤，去除颅骨表面的结缔组织并用双氧水擦拭，暴露出前囟、后囟，调整前囟和后囟在同一水平位置，并调整左右两侧平行，将微量注射器针头置于前囟点位置后坐标归零。根据注射脑区位置的横纵坐标找到颅骨表面下针点并标记，用颅骨钻轻磨颅骨，将颅骨打薄至出现裂缝，用 1ml 医用注射器针头小心挑开颅骨，吸取病毒后将微量注射器固定在脑立体定位仪上，并与微量注射泵相连，将微量注射器针头经颅骨钻孔处垂直插入脑内目标位置，启动微量注射泵开始注射（注射速度为 0.2ul/min），注射完成后，留针 5 - 8min，缓慢抽出注射器针头。最后用医用缝合线缝合皮肤，再用碘伏对创口及其附近进行消毒，将小鼠从脑立体定位仪上取下，放置于饲养笼内待其苏醒。

二、动物实验追踪方法 

（一）响尾蛇追踪猎物示例

响尾蛇如何追踪猎物一直是科学家们感兴趣的问题。这个问题的提出源于对响尾蛇独特捕猎行为的观察。为了研究响尾蛇的追踪方式，科学家们首先收集了与响尾蛇相关的各种信息，如响尾蛇的生理结构、生活习性等。

科学家们提出假设，响尾蛇可能是通过听觉、视觉、嗅觉或体温来追踪猎物。通过一系列实验，最终得出结论：响尾蛇是根据自己毒液的气味来追寻受伤的猎物的。实验过程包括将一只没有被响尾蛇袭击过的死老鼠和响尾蛇咬过的死老鼠形成对照实验，观察响尾蛇的行为反应。实验发现，只有被响尾蛇袭击中毒的老鼠，响尾蛇才会去追寻；没有被响尾蛇袭击中毒的老鼠，响尾蛇根本不会去追寻。气味的感知是通过嗅觉完成的。

（二）穿梭实验视频分析系统

穿梭实验视频分析系统属经典的联合型学习条件反射模式，是定量测定动物行为学改变的重要手段。以安徽耀坤生物科技有限公司的 ZL-0996 大小鼠穿梭实验视频分析系统为例，该系统外形尺寸为 700×265×435mm，框架采用铝合金，单箱内部尺寸为 250×185×300mm。输入电压为 AC220V，电栅限流调整范围为 0.04~3.5mA，调整步长 0.02mA，刺激声音延时 0 - 255 秒，电栅电压调整范围为 30 - 120V（方波峰值），各电栅上的方波刺激频率为 96Hz，误差 1%。摄像机为盒式摄像机，色彩可选择黑白或彩色，下限照度小于 0.005Lux，视频采集卡为 USB 视频采集卡，摄像针频速率为 28/30 贞 600X，摄像分辨率为 640×480，摄像机电源为 12V 5A，摄像机类型为 2.8 - 4mm，加密狗类型为 USB2.0 接口，信号传输方式为信号电源一体线 5 米。

该系统可以定量描述实验动物的主动回避反应等行为特征，主要通过以下方式实现大小鼠的行为跟踪：底部为不锈钢栅，使用电流加非条件刺激，电击动物足底。顶部配置有噪声发生器，用来产生条件刺激。条件刺激数秒钟后电击。若在铃声刺激安全间隔期内大鼠逃向安全区则为主动回避；如果在条件刺激安全间隔期内大鼠未逃向安全区，则通以交流电击后逃向安全区的为被动回避反应阳性，否则为主动、被动回避反应阴性。通过摄像机和视频采集卡记录动物的行为，软件分析数据包括正确潜伏期、正确潜伏期总时间主动逃避次数、错误潜伏期、错误潜伏期总时间被动逃避次数、错误次数等指标。

（三）Python 追踪小鼠轨迹

在一些动物行为实验中，可以用 Python 追踪小鼠轨迹。其原理是通过小鼠和背景的巨大色差进行识别。具体操作如下：设定阈值，HSV 空间确定小鼠的色彩范围，初始化追踪点的列表，打开摄像头获取视频文件，对视频中的每一帧进行处理，提取小鼠的位置信息，并将其添加到追踪点列表中。最终可以得到小鼠的运动轨迹。

（四）动物跟踪定位技术

得益于科学技术的发展，人类对动物跟踪定位的方法有很多种。目前常用的主要有无线电跟踪技术、卫星跟踪技术等。卫星跟踪技术是通过 GPS（全球定位系统）实现的。该系统通过多颗人造卫星，可以提供地面上任何一点的坐标。将 GPS 发信器装在动物身上，然后通过追踪信号的方式来跟踪动物。借助这些方法，人们可以了解动物的活动方式，比如候鸟的迁徙、东非动物大迁徙等。

（五）水产动物目标探测与追踪技术

[此处暂未提及水产动物目标探测与追踪技术的相关内容，可根据实际情况进行补充]

（六）Visutrack 动物行为分析软件

Visutrack 动物行为分析软件是一款用于动物行为分析的软件。该软件以摄像系统、电脑、刺激器三大部件作为硬件基础，实验过程中不需要对实验动物作特殊标记。软件识别算法采用了轨迹预测、局部和全局相结合的搜索技术，可以任意追踪和记录实验动物（大小鼠）的位置。采用开放式、系统可扩展性强，结果可导入到 Excel，并进行直方图、曲线、轨迹的处理，便于用户在 SPSS、SAS 等生物分析统计软件中作进一步分析处理。软件具有多功能，除进行穿梭实验外，进行焦虑、学习无助模型的制做非常方便。采用视频摄像跟踪技术，实现了实验过程的自动化，避免了人工计数引入的主观误差和对实验动物的干扰，增加了实验结果的真实性和可靠性。软件系统功能强大，指标参数丰富标准化工业设计，硬件坚固耐用领先的核心算法，有效保证识别的抗干扰性和准确性。用户可设置彼此独立的实验数据存档文件夹，便于实验资料管理。可定时录制视频图象，以多种方式显示指标，提供轨迹图、轨迹坐标点和指标结果的导出功能。视频文件格式支持 AVI 压缩格式，压缩比率高，能够有效减少存储空间，并有利于进行长时间的实验观察。面向科研和计算机辅助教学（CAI），能够记录原始的视频图像，并提供完整的实验数据库功能，作为研究的真实记录和今后进行教学演示的素材。